674Author name et al. / Engineering 2(2016) xxx–xxx（ a）苦草、菹草和伊乐藻的Chl-a随植物的H2O2浓度变化关系；（b）苦草和伊乐藻叶片和茎中的IAA与H2O2含量的关系（苦草只有叶片数据）；图2.（c）苦草、菹草和伊乐藻的植物延伸率（终株长/初始株长）在湍流和平均流速条件下与H2O2含量的关系。均有所下降。特别值得注意的是，在不足0.3 m水深处生物量为0。图5中的数据包括正午时不同深度和湖底正上方 50 cm的PPFD值。湖中的光强度用消光系数（0.025 cm–1）估算。水面处的PPFD值设定为1100 μmol?m–2?s–1，约为生长季的最大值。3.3. 河流观测在沙巴河和伊诺河，历史数据显示2016年6月水温维持在（19±1）℃，2016年9月在24±0.5 ℃。总氮（TN）图3. 穗花狐尾藻在不同H2S浓度培养基中的叶片H2O2含量。误差棒代表标准差。和总磷（TP）分别为0.3~0.8 mg?L–1和0.01~0.10 mg?L–1，浊度和pH值分别低于100散射浊度（NTU）和6.5~7.5（除去洪水时），此外DO接近饱和。这些参数显示，埃格草处于一个适合生长的环境[17]。这几条河的典型景观如图7所示。在浅于40 cm深的位置不存在大型植物生长区；大型植物在约1 m深处增多；在深于1.5 m深处减少。水深度80%处光照实验和30 min黑暗实验观测条件下的湍流强度（均方根流速）与大型植物H2O2浓度的关系如图8所示。随着湍流强度增加，黑暗处理过的植物的H2O2浓度与湍流强度呈同比例增加。与黑暗实验处理过的样品相比，光照条件下的大型植物在同一湍流水平花狐尾藻的生长率不受植物组织中的H2O2含量的影响，]时。尤其是H2O2含量高于8.0 μg?g–1 FW[图4（b）3.2. 海河观测图5表明眼子菜叶片中的H2O2浓度与约20 cm深处的树冠光通量强度有关。H2O2浓度一直很低，直到200~300 μmol?m–2?s–1 PPFD，之后随着PPFD升高而升高。图6说明了眼子菜的生物量分布与水深的关系。在1.2 m水深处生物量达到最大值，在更深和更浅的地方生物量Chl-a和类胡萝卜素的含量与H2O2浓度的关系；（b）生长率（SGR）与H2O2含量的关系。误差棒代表标准差。图4. 穗花狐尾藻中（a）Author name et al. / Engineering 2(2016) xxx–xxx675图5. 眼子菜顶端树冠的H2O2浓度与PPFD的关系。图6. PPDF真嗣湖的植物生物量中眼子菜的生物量（干重）和垂直剖面上分布。在生物量图例中，“PPFD-bottom”和“PPFD-50 cmcm”分别代表芦苇的生物量在河底部和高于河底部50 处估算的PPFD。图7. 更浅处不存在。河中生物量分布。大型植物存在于0.4~1.5 m深处，而在更深或下每一时段都有更高的H2O2浓度。尽管随着湍流流速增加，误差也增加，但是H2O2在黑暗实验条件下和光照条件下随湍流强度变化的增加率相等。图9说明了3种主要的草本植物（芦苇、南荻和卡开芦）的分布。芦苇分布在高度低于1 m的近水处，南荻分布在更高处。卡开芦分布在水平面至高于水平面4 m处。湿度相对较高时，芦苇的H2O2浓度在低处较低，而图8. 6~9月伊诺河和沙巴河水深度80%处沉水植物中H2O2对不同湍流强度的响应。“light”和“dark”分别代表光照样品和O30 min黑暗处理样品。虚线三角形代表与湍流相关的H22增量。图9. 日本海河的3种草本植物分布情况。图10. 海河中从水平面到不同高度分布的3种草本植物的H2O2响应情况。对数趋势的渐近线、虚线和点状线分别代表芦苇、南荻和卡开芦。误差棒代表标准差。随位置的升高而快速地增加，变化范围为0~1 m。相反的，2 m以下的南荻的H2O2浓度一直很高，但在更高处逐渐减少。卡开芦的H2O2浓度保持恒定，与高度无关（图10）。光照和黑暗实验条件下，植物组织H2O2的浓度无差异。海河的岸边区域最初主要分布着草本植物。近期，木本植物（尤其是白皮柳和胡桃楸）的数量在增加。通常，白皮柳生长在水边，胡桃楸生长在稍高处（通常水676Author name et al. / Engineering 2(2016) xxx–xxx（b）海河两种木本植物的H2O2含量分布随所图11.（a）海河两种木本植物的分布（树的数量）随所处位置高度（从水平面开始）的变化情况；处位置高度（从水平面开始）的变化情况。位上约2 m处）。观测区两种植物植株和叶片的H2O2浓度分别如图11（a）和（b）所示。随着所处位置升高，沙柳的个体数量减少，并且不能在高于3 m处生长，但H2O2含量正好相反。水平面以上1 m处无胡桃楸生长；高于1 m时植物数量增加，在2 m处达到最大值。胡桃楸的H2O2含量随着所处位置高度的上升而减少。机质的降解和水淹、低氧土壤条件下的异化硫酸钠的减少等都会产生过量的H2S[20,21]。高浓度的H2S对包括大型植物在内的许多水生有机体具有毒性，影响其生理学特征，并因此产生胁迫[20–23]。H2S影响的实验结果显示，高浓度的H2S暴露引发更严重的氧化胁迫，并使植物生长减缓[10]。另外，水环境中高浓度的H2S通过增加氧气需求率并创造无氧环境来消耗水中的DO。无氧环境会影响植物营养物质的吸收以及光合作用和新陈代谢过程[24,25]。植物组织中H2O2浓度的增加会损伤细胞，改变植物的生长和生理特征[2,26]。尽管植物具有天然免疫机制ROS清除系统[5]，但H2O2连续的产生和积累将最终导致细胞器的损伤，从而降低植物的生长率，同时也降低植物与其他植物争夺栖息地的竞争力[27]。多种环境驱动力（如湍流、低氧和H2S）是对水生植物生长和分布不利的物理和生物化学过程。这些因子同时也引起了植物对生物化学胁迫的响应。这些生物化学特征（特别是ROS）被广泛用作评估植物对于不同的生物、非生物源的压力响应的指标。在这些ROS中，H2O2最稳定，并且相对容易测定。4.2. 太阳光辐射的影响野外调查结果显示受阳光照射的样品比黑暗实验处理的样品H2O2浓度更高。这是因为光和复合体在光合作用中有大量的ROS生成。ROS的积累会产生更高的PPFD值，导致系统细胞器损伤，降低光合作用和减缓生长。与陆生植物（进化为可以在强太阳辐射下生长的植物）相反，大型沉水植物对于强太阳辐射的耐受性很低。在大型植物生长的旺季，较少的太阳照射被认为是限制大型植物在湖和河区域中定植的主要因素[28]。但4. 讨论4.1. H2O2作为环境胁迫指标平均流速和湍流是两个影响水生植物状况的基本指标。平均流速相对稳定且具有单向性。湍流的瞬时流速在大小和方向上随时间变化产生偏差和波动。机械胁迫实验的结果显示，与恒定流速和静水中的植物相比，湍流中植物的H2O2浓度和抗氧化酶活性变化更明显。当大型植物处在振荡流中时，细胞和细胞壁会发生形态变化[18]。随着湍流增强，植物生长、细胞质壁分离、淀粉颗粒的积累减少[18]，但淀粉颗粒的大小随湍流强度增大而增加。另外，机械胁迫引起的湍流会导致伊乐藻抗坏血酸盐、γ-氨基丁酸（GABA）和天冬酰胺（Asn）的积累，以及代谢途径[特别是异柠檬酸-草酸、组氨酸（Glu-His）、Glu-GABA、抗坏血酸-草酸和天冬氨酸-天冬酰胺（Asp-Asn）过程]的改变。湍流通常与大于通过雷诺数算出的垂直流速的平均流速有关，所以很难确定引起胁迫的是平均流速还是湍流。微观结果清晰地显示，湍流的强度是大型植物的主要胁迫。另一个影响水生物状态的驱动力是H2S。在最适生长环境中，H2S在水生态系统的生物、物理和化学过程中都起到重要的作用。有研究表明，低浓度的H2S可以促进植物的生长[19]。然而，生物化学过程如微生物有Author name et al. / Engineering 2(2016) xxx–xxx677是现在的结果表明，强光照也是抑制大型植物在水分充足地区生长的因素。在浅水地区中，底部出现的高光强度会抑制大型植物的定植。超过1.5 m深的清水深水位地区底部的光强度不高，为大型植物提供了更适合的生长环境。光强在200~300 μmol?m–2?s–1 PPFD时，处于中等水深的大型植物生物量增加。另外，在河流的中等水深（如1 m），大型植物生长得更高，原因在于太阳辐射对大型植物造成的胁迫与流速相当，甚至更高。4.3. 对竞争物种的影响芦苇和南荻是日本河流岸边带的两个主要物种，它们广泛生长于河岸带，本研究比较两种植物后发现，芦苇占据更接近水的区域，而南荻占据更高的区域[29–31]。现有研究从叶片中测定的H2O2浓度恰好符合这个特点：芦苇生长在低地的低处和高地的高处，南荻生长在低地的高处和高地的低处。由于体型较大，卡开芦通常在生境中独立生长，H2O2浓度和高度之间尚不明确的关系与芦苇在河岸边的广泛分布特征一致。相反地，白皮柳和胡桃楸都是海河常见的物种[30]。但是它们的栖息地被隔离，白皮柳生长在近水地，胡桃楸生长在高地。这个特点清晰反映了它们的H2O2的分布。这些结果说明了H2O2浓度作为环境胁迫梯度的指标应用于识别栖息地优势植物种的适用性。4.4. 植被管理中的应用常用的植被管理方法是基于适应性的方法。重复使用几种类型的处理方法后，在每次处理过程中，确定和实施合适的处理之前，要对管理区域植被的生长、茂盛或消亡进行长时间的监测。这些方法需要长期的监测和巨大的成本。在濒危物种恢复过程中，往往需要很长时间才能成功地恢复目标物种。收割是杂草管理的主要方法，但耗费人力。在已知对物种不利的条件下，可以采用不费人力的除草方法。本研究提出了一种利用取样和化学分析等相对简单的方法对植物环境条件进行快速监测的系统。此外，该方法还量化了总环境胁迫对管理计划的影响，同时也可以用来识别实际情况中的主要胁迫源。5. 结论实验室结果和野外数据表明，H2O2浓度和环境胁迫梯度之间存在一定的相关性，尤其是受到湍流和H2S的影响时，相关性更加明显。不同胁迫源的作用效果可以利用H2O2浓度和胁迫梯度的关系被精确地区分。因此，生物化学胁迫响应可能成为潜在的证据和指标来识别植物的胁迫源。未来实验将提供进一步的数据，证明H2O2在不同环境下表征植物生长状况的可行性。AcknowledgementsThis work was financially supported by grant-in-aid from Japan Society for the Promotion of Science, Scientific Research (15H04045), Development Grant for River Man-agement Technology from the Ministry of Land, Infrastruc-ture, Transportation and Tourism, Japan, and River Found from River Foundation of Japan.Compliance with ethics guidelinesTakashi Asaeda, Senavirathna Mudalige Don Hiranya Jayasanka, Li-Ping Xia, and Abner Barnuevo declare that they have no con?ict of interest or ?nancial con?icts to dis-close.References[1] Asada K. Production and scavenging of reactive oxygen species in chloroplasts and their functions. Plant Physiol 2006;141(2):391–6.[2] Sharma P, Jha AB, Dubey RS, Pessarakli M. Reactive oxygen species, oxidative damage, and antioxidative defense mechanism in plants under stressful conditions. J Bot 2012;2012:1–26.[3] Mittler R. Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends Plant Sci 2002;7(9):405–10.[4] Foyer CH, Shigeoka S. Understanding oxidative stress and antioxidant functions to enhance photosynthesis. Plant Physiol 2011;155(1):93–100.[5] Suzuki N, Koussevitzky S, Mittler R, Miller G. ROS and redox signalling in the response of plants to abiotic stress. Plant Cell Environ 2012;35 (2):259–70.[6] Ellawala C, Asaeda T, Kawamura K. Influence of flow turbulence on growth and indole acetic acid and H2O2 metabolism of three aquatic macrophyte species. Aquat Ecol 2011;45(3):417–26.[7] Ellawala C, Asaeda T, Kawamura K. The effect of flow turbulence on growth, nutrient uptake and stable carbon and nitrogen isotope signatures in Chara fibrosa. Ann Limnol Int J Lim 2012;48(3):349–54.[8] Cline JD. Spectrophotometric determination of hydrogen sulfide in natural waters. Limnol Oceanogr 1969;14(3):454–8.[9] Napoli AM, Mason-Plunkett J, Valente J, Sucov A. Full recovery of two simultaneous cases of hydrogen sulfide toxicity. Hosp Physician 2006;42:47–50.[10] Parveen M, Asaeda T, Rashid MH. Hydrogen sulfide induced growth, photosynthesis and biochemical responses in three submerged macrophytes. Flora 2017;230:1–11.[11] Parveen M, Asaeda T, Rashid MH. Biochemical adaptations of four submerged macrophytes under combined exposure to hypoxia and hydrogen sulphide. PLoS One 2017;12(8):e0182691.[12] Atapaththu KSS, Asaeda T, Yamamuro M, Kamiya H. Effects of water turbulence on plant, sediment and water quality in reed (Phragmites australis) community. Ekologia (Bratisl) 2017;36(1):1–9.[13] River environmental database [Internet]. Tokyo: Ministry of Land, Infrastructure, Transportation and Tourism, Inc.; c2007 [updated 2024 May 24; cited 2017 Oct 8]. Available from: http://mizukoku.nilim.go.jp/ksnkankyo/ 678Author name et al. / Engineering 2(2016) xxx–xxx03/index.htm.[14] Porra RJ, Thompson WA, Kriedemann PE. Determination of accurate extinction coefficients and simultaneous equations for assaying chlorophylls a and b extracted with four different solvents: verification of the concentration of chlorophyll standards by atomic absorption spectroscopy. BBABIO 1989;975:384–94.[15] Jana S, Choudhuri MA. Glycolate metabolism of three submersed aquatic angiosperms during ageing. Aquat Bot 1982;12:345–54.[16] Gordon SA, Weber RP. Colorimetric estimation of inodoleacetic acid. Plant Physiol 1951;26(1):192–5.[17] Chalanika De Silva HC, Asaeda T. Stress response and tolerance of the submerged macrophyte Elodea nuttallii (Planch.) St. John to heat stress: a comparative study of shock heat stress and gradual heat stress. Plant Biosyst 2024;152(4):787–94.[18] Atapaththu KSS, Miyagi A, Atsuzawa K, Kaneko Y, Kawai-Yamada M, Asaeda T. Effects of water turbulence on variations in cell ultrastructure and metabolism of amino acids in the submersed macrophyte, Elodea nuttallii (Planch.) H. St. John. Plant Biol 2015;17(5):997–1004.[19] Dooley FD, Nair SP, Ward PD. Increased growth and germination success in plants following hydrogen sulfide administration. PLoS One 2013;8(4):e62048.[20] Hou Z, Wang L, Liu J, Hou L, Liu X. Hydrogen sulfide regulates ethylene-induced stomatal closure in Arabidopsis thaliana. J Integr Plant Biol 2013;55(3):277–89.[21] Geurts JJM, Sarneel JM, Willers BJC, Roelofs JGM, Verhoeven JTA, Lamers LPM. Interacting effects of sulphate pollution, sulphide toxicity and eutrophication on vegetation development in fens: a mesocosm experiment. Environ Pollut 2009;157(7):2072–81.[22] Lisjak M, Teklic T, Wilson ID, Whiteman M, Hancock JT. Hydrogen sulfide: environmental factor or signalling molecule? Plant Cell Environ 2013;36 (9):1607–16.[23] Wu J, Cheng S, Liang W, He F, Wu Z. Effects of sediment anoxia and light on turion germination and early growth of Potamogeton crispus. Hydrobiologia 2009;628(1):111–9.[24] King GM, Klug MJ, Wiegert RG, Chalmers A. Relation of soil water movement and sulfide concentration to Spartina alterniflora production in a Georgia salt marsh. Science 1982;218(4567):61–3.[25] Holmer M, Frederiksen MS, M?llegaard H. Sulfur accumulation in eelgrass (Zostera marina) and effect of sulfur on eelgrass growth. Aquat Bot 2005;81 (4):367–79.[26] Cheeseman JM. Hydrogen peroxide and plant stress: a challenging relationship. Plant Stress 2007;1:4–15.[27] Chalanika De Silva HC, Asaeda T. Effects of heat stress on growth, photosynthetic pigments, oxidative damage and competitive capacity of three submerged macrophytes. J Plant Interact 2017;12(1):228–36.[28] Bunt J. Light and photosynthesis in aquatic ecosystems. Aquat Bot 1995;50 (1):111–2.[29] Asaeda T, Siong K, Kawashima T, Sakamoto K. Growth of Phragmites japonica on a sandbar of regulated river: morphological adaptation of the plant to low water and nutrient availability in the substrate. River Res Appl 2009;25 (7):874–91.[30] Sanjaya K, Asaeda T. Assessing the performance of a riparian vegetation model in a river with a low slope and fine sediment. Environ Technol 2017;38 (5):517–28.[31] Asaeda T, Sanjaya K. The effect of the shortage of gravel sediment in midstream river channels on riparian vegetation cover. River Res Appl 2017;33(7):1107–18.
过氧化氢作为环境胁迫指标在植被管理中的应用 - 图文
